これまでどこかで論文が発表されていたり、以前誰かが研究しているかどうかを調べるには、どのような方法が一番良いですか?アガロースゲル電気泳動がテーマです。

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A 回答 (2件)

きちんとした文献検索を行なうのであれば,「Chemical Abstract」,「Medline」,「PubMed」,「Current Contents」等のデ-タベ-スを検索するべきです。



これら資料は,通常の大学であれば図書館に必ずあると思います。なお,「PubMed」は無料の「Medline」で,参考 URL のペ-ジで使用できます。

参考URL:http://www.ncbi.nlm.nih.gov/PubMed/
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この回答へのお礼

わざわざどうもありがとうございました。さっそく調べてみたいと思います。自分の文献検索の仕方に自信がなかったので質問してみました。身近に教えてもらえる人がいないので、教えていただいて参考になりました。ありがとうございました。

お礼日時:2001/04/20 10:15

一般のサーチエンジンより確度の高い文献をお求めなら、国立情報学研究所(旧学情、参考URL)のNACSISサーチを使うのが確実じゃないでしょうか?



NACSIS-IR 文献/学術情報検索(登録制)
http://webfront.nii.ac.jp/

NACSIS-ELS 電子図書館(一部登録制、学術論文の検索と表示)
http://els.nii.ac.jp/

参考URL:http://www.nii.ac.jp/index-j.html
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この回答へのお礼

参考になる情報をありがとうございました。あまり知識がないので勉強になりました。ただ、よくわからないのですが、登録制というのはお金がかかるんですよね?
参考URLにアクセスしてみたのですが、まだよく理解していません。これからよく読んでみたいと思います。どうもありがとうございました。

お礼日時:2001/04/20 10:21

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Qアガロースゲル電気泳動法

アガロースゲル電気泳動法で鶏のDNA、サケのDNAを解析するとどのような特徴がみられるでしょうか?

教えください。よろしくお願いします。

Aベストアンサー

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Qアガロースゲル電気泳動におけるPCR産物バンドの乱れ

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Aベストアンサー

kohitsujikaiさん、こんにちは。

kohitsujikaiさんは、gel厚、緩衝液の量に気を使っておられるのでしょうか?

想像するに以下の条件で泳動していませんか?
泳動槽:サブマリン型
ゲル厚:4mm以上(結構厚めに作成)
緩衝液量:ゲルが沈むくらい(タプタプ?)
染色:後染めで30-60min程

もし、以上の条件で泳動されているならゲルの上面と下面で泳動に差が生じていることが考えられます。
(側面から見るとバンドが斜めになっていて、染色液の浸透が不十分なためバンドの上面側と下面側が染まっている状態です。このため上方から見ると2本のバンドに見える。)

今度、泳動・染色を行ったとき泳動方向にゲルを切断し、側面から観察してみてください。

Qアガロースゲル電気泳動で

ちわっす!
答え魔ぽんたくんでっす♪

今日は困ったコトがあって、投稿しました。
DNAマーカー(λ/HindIII)を1%アガロースゲルで電気泳動してるんだけど、DNAが高分子の部分でスメア状のバンドを作って上手く分離できません!!
(DNAがすべて、高分子エリアにスメア状バンドとして集まってしまいます)
(T_T)

泳動バッファなどの試薬は調製済みのメーカー製プレミックス品を使っているので、試薬の組成は合ってます。
希釈率にもミスはありませんでした。
この場合、どのような原因が考えられますか?


<条件>
・泳動バッファ(TAEバッファ)
・ゲル(1×TAEバッファでアガロースを溶解した1%ゲル)
・電圧&時間(50v,90分)
・DNA量(100ng,10ng,3ng,1ng,300pg)

Aベストアンサー

3つ可能性をあげます。

1.lambda HindIIIではなく、未消化のlambda DNAを間違えて流した。

2.長期間冷蔵保存されていて、付着末端が水素結合を起こしている。Lambda末端のcos siteでこういう事が起こるのはご存じだと思いますが、ふつうの制限酵素末端でも起こることがあります。→泳動前に50-60℃で3-5分処理。

3.泳動サンプルはちゃんとバッファーされていますか?
ローディング「バッファー」はバッファー成分を含んでいないのがふつうで、しかもBPBなどで酸性になっていたりします。
制限酵素消化液などはバッファーされているのでそのまま加えて問題ないですが、バッファーされていないDNAの水溶液に加えると、DNAが変性したり移動度が変わるなど、おかしなことになります。泳動サンプルの希釈にはTEなどを使いましょう。

QPCR後のアガロースゲル泳動について

PCRで増幅後、確認のためプラスミド精製、エタノール沈殿をしてから、TEに溶解後のサンプルを10μl泳動しました。
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Aベストアンサー

先染めで薄かったら、そのまま後染めをして見ましょう。
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>この発光の濃淡はDNA濃度とも関係してくるのでしょうか?わかりにくい質問ですみません。よろしくお願いします。

EtBrの染色強度でDNAの定量をするくらいですから、DNA量(重量)と蛍光強度には正の相関があります。いつも使っているマーカーも薄いとなると別の原因でしょうけれど。

Qアガロースゲル電気泳動の失敗

作った1枚のアガロースゲルを使うレーン分だけ切り分けPCR産物を泳動したのですが、なにもでませんでした。先に使用したサンプルはマーカーもバンドも確認できました。
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