ホルマリン消毒剤が眼鏡レンズに付着した場合、コート膜が剥離するか。

A 回答 (1件)

剥離しますよ。


場合によってはレンズが溶けてしまうことも有りますよ。
ガラスのレンズなら大丈夫ですよ。
高濃度雰囲気で作業をした場合ソフトコンタクトも危険です。
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Qホルマリン固定で縮む?

ホルマリン固定では脱水などによって固定臓器が縮むと
思うのですが、その縮小率、どれくらい縮むのかという
資料をお持ちの方はいらっしゃいますか?
ラット脳の縮小率を最も知りたいと思っています。

Aベストアンサー

ホルマリン固定単独では、それほど大きな組織収縮は起こらないと思います。ホルマリンはアルデヒドによってたんぱく質を架橋固定(メチレンブリッジの形成)しますので、収縮率はおそらく数%ではないでしょうか。
質問内容から察すると、その後にパラフィン包埋などの行程で、エタノールやキシレンで処理しているのではないかと思いましたので、その点でも回答したいと思います。
ご質問のとおり、脳などのりん脂質の豊富な組織をアルコールなどで溶媒処理すると、脱水、脂質の溶解が強く起こって、普通の組織よりも収縮度合いは大きくなります。
ラットの脳では容積として約50-60%収縮することが下記URLの研究会で報告されています。(残念ながら論文としては一般には公開されてません)

参考URL:http://jah.web.infoseek.co.jp/

Q瞬間接着剤の剥離剤の種類

ニンテンドーDSに接着剤でつけたラインストーンを剥がすのには、市販されている瞬間接着剤の剥離剤を使うのがベストだと伺ったのですが、どんな種類のものを使ったらいいのかがわかりません。ゲーム機というデリケートなものなので、なるべく負担をかけないようにしたいのですが…。ビンに入っているものや、スプレータイプのものもあると聞きました。ゲーム機に使用するにはどういったものがベストなのでしょうか?ぜひ教えてください。

Aベストアンサー

以下をご覧下さい。
http://www.bond.co.jp/product/faq/freely/if.html

表の一番下にお使いの「ウルトラ多用途SU」についての剥がし方の記載がありますが、「固まった後なら、カッターナイフで出来るだけそぎ取り、残ったものは塗料うすめ液などを使い根気よくこすり落とす。」とあります。

さらに表外の注意書きには
「※注 塗料うすめ液等を使用する場合は、下地を傷めることがあるのであらかじめ目立たないところで試してから使用すること。」とあります。

市販の塗料薄め液というと、水性塗料以外の用途としてはいわゆる「塗料薄め液」と、ラッカー系塗料用の「ラッカー薄め液」とに大別されますが、いずれも揮発性の高い上に合成樹脂等をも溶かします。

ですので結論からいってご質問のように接着剤を溶かすために「薄め液」を使用しますと、肝心のDS本体をも溶かし、剥がしたあとは無惨なものとなるでしょう。
接着剤を溶かし剥がすのではなく、物理的にカッターなどで削り取りつつ最後は細かいサンドペーパーなどで滑らかに仕上げ、最後に全く別の塗料を全面に塗装するくらいしか綺麗に仕上げる方法はないかと思います。

そもそも、携帯電話機のデコレーションなどもそうですが、別なものを接着する際には自己責任で、後処理は一切の補償はないと覚悟を決めて行ってください。
前述の再塗装に関しても同様です。綺麗に仕上げるつもりが塗料そのものによって塗装面がガタガタ、ブヨブヨになったとしても私も塗料メーカーも、もちろんDSのメーカーであっても一切の責任は取れません。

以下をご覧下さい。
http://www.bond.co.jp/product/faq/freely/if.html

表の一番下にお使いの「ウルトラ多用途SU」についての剥がし方の記載がありますが、「固まった後なら、カッターナイフで出来るだけそぎ取り、残ったものは塗料うすめ液などを使い根気よくこすり落とす。」とあります。

さらに表外の注意書きには
「※注 塗料うすめ液等を使用する場合は、下地を傷めることがあるのであらかじめ目立たないところで試してから使用すること。」とあります。

市販の塗料薄め液というと、水性塗料以...続きを読む

Qホルマリン固定後のグラム陽性菌の染色

菌を使用した実験を始めるように言われました。染色に関して教えてください。
Vivoでの研究なので、Agarでの培養以外に組織のホルマリン固定をしています(生標本ではありません)。この組織標本を使用して、細菌が存在しているのか、あるいは白血球に貪食されているのか、を見ようと思います。それを見るのに、どのような染色が良いのでしょうか?
通常のHE染色で良いのか?ホルマリン固定後でもグラム染色で良いのか?他の染色が良いのか?
教えていただけたらと思います。よろしくお願いいたします。

Aベストアンサー

こんばんは.

>『ルマリン固定後のグラム陽性菌の染色』
>菌を使用した実験を始めるように言われました。染色に関して教えてください。
>Vivoでの研究なので、Agarでの培養以外に組織のホルマリン固定をしています
>(生標本ではありません)。
>この組織標本を使用して、細菌が存在しているのか、
>あるいは白血球に貪食されているのか、を見ようと思います。
>それを見るのに、どのような染色が良いのでしょうか?
>通常のHE染色で良いのか?
>ホルマリン固定後でもグラム染色で良いのか?他の染色が良いのか?


蔵書の表題『染色法のすべて』の,『VII.染色体検査』(P65)から,
ご質問に該当する下記染色法の部分を転載します.
ちなみにこの書籍の発行所は『医歯薬出版(株)』で,
多くの医師や臨床検査技師による共著です.
医学系臨床の現場で使用されているもので,改訂版も出ているようです.

29.グラム染色法(Gram stain)

【目的】
デンマークのHans Christian Joacim Gram(1853~1938)が,
1884年に発表した染色法(注1)で,この染色法により細菌などの微生物は,
グラム陽性菌Gram-positive micro-organismsと
グラム陰性菌Gram-negative micro-organismsとの染め分けをして,
細菌の種族同定の一助にしようとするものである.

組織切片についてのグラム染色法は,Brown and Brenn法(注2),
MacCallum-Good-pasture法(注2),Taylor法(注2),
Huckker-Conn法などの多くの方法が報告されている.
これらのグラム染色のWeigertの変法(注4)は脱色液としてアニリン・キシロールを使用し,繊維素fibrinの染色法として広く用いられている.

【準備】
通常の10%ホルマリンで固定した組織を型のごとくパラフィンに包理し,薄片は5~6μmくらいまでの薄い方がよい.なお,グラム染色には中性ホルマリンで固定した組織の方が染め上がりがよいとされている.
【試薬の調整】
ⅰ)グッドパスチャーのアニリン・石炭酸フクシン液
  塩基性フクシン・・・・0.59g
  アニリン・・・・・・・1.0ml
  石炭酸結晶(融解)・・ 1.0ml
  30%アルコール・・・100.0ml

ⅱ)グラムのヨード液
  ヨー素・・・・・・・・1.0g
  ヨー化カリ・・・・・・2.0g
  蒸留水・・・・・・・・300.0ml

はじめに,ヨー化カリを少量の蒸留水と溶解させ,
完全に溶かした後にヨー素を加え,蒸留水を加えて完全に溶解させる.

ⅲ)スターリング(Stirling)の液
  クリスタル紫(またはゲンチアナ紫)・・0.5g
  純アルコール・・・・・・・・・・・・10.0ml
  アニリン・・・・・・・・・・・・・・ 2.0ml
  蒸留水・・・・・・・・・・・・・・・88.0ml

ⅳ)飽和ピクリン酸溶液
  ピクリン酸・・・2.0g
  蒸留水・・・・100.0ml
スターリングの液はゲンチアナ紫が原法であるが,
クリスタル紫の方がよい.
『化学構造(添付画像に掲載しています)』
クリスタル紫の溶解性は20℃の水には1.43%,
アルコールには5%である(注1)

【手技】
(1)組織切片を型のごとく脱パラフィンして蒸留水に入れる.
(2)グッドパスチャーのアニリン・石炭酸フクシン液で
10分間染色(室温)
(3)蒸留水に浸漬,水洗.
(4)40%ホルマリン
(市販のホルマリン原液をそのまま使用する)で,
切片が鮮紅色になるまで1~2分間分別する.
(5)流水中で3分間水洗.
(6)飽和ピクリン酸溶液に3~5分間浸漬する.
切片は紫黄色となる.
(7)蒸留水で水洗.
(8)95%アルコール中で約30秒間分別.
(9)蒸留水で水洗.
(10)スターリングの液で3分間染色.
(11)蒸留水で十分に水洗.
(12)グラムのヨード液に1分間浸漬.
(13)蒸留水で簡単に水洗し,濾紙で切片面の水分を吸い取り
半乾きとする.
(14)アニリン・キシロール等量液中で十分に分別する.
切片が明るい淡紫赤色となり,
紫色の脱色がなくなるまでを目安とする.
(15)キシロールで透徹,2回.
(16)封入.

【コツ・注意点】
 (8)のステップは30~60秒とやや長めに行う.
 (10)のステップでは,一枚ずつ染めて次のステップにうつす.
 一度に多数の切片を染める場合には,一回に5枚以内にした方がよい.
 過染すると(14)のステップでの分別が上手くゆかない.
 (12)のステップは長すぎないようにする.
 (13)のステップでは,濾紙で切片上の水分を軽く吸い取り,そのまま数分間放置して半乾きとする.観想させてしまってはいけない.
 (14)のステップでは,最初にアニリンのみによって分別すると分別が早く行われる.アニリンは新鮮なものを用いることがコツの1つである.なお,(4)のステップはホルマリンを染色バットに十分に入れて,その中を切片を往復させる方法によって分別する.時間は短めの方がよい.

【染色態度】
グラム陽性菌:濃青色
グラム陰性菌:赤色
その他の成分:淡赤~紫色まで種々の色調を示す.

【参考文献】
1)Law,J.W. & Oliver,Hj.:Glossary of histo-pathological terms. Butterworths,London,1973.
2)Luna,L.G.(Ed):Manual of histologic staining methods of the AFIP(3rd Ed.)Mcgraw-Hill,NY.,1968.
3)小林忠義,影山圭三(編):病理組織標本の作り方(第3版).医学書院,1971.


24年もさかのぼる昔に学んだ関係書物からの内容でした.
今の私にとってはこの知識も現在の古生物の研究には,
薄片試料を染色する必要が無いため直接役に立っていません.
つまり知識の更新が行われていませんのでご了解ください.

なお図書館で『染色法のすべて』を読まれることも考慮してください.

お役に立てばと,
今夜の仕事を終わって急いでキーボードを叩き,一気に作成しました.
それでも現在時刻は午前1時を過ぎています.
明日のこともあり読み直す暇がありません.
脱字や誤字があることも考えられますが,
その際は機知にてご判断されご笑納ください.

この回答が,
ご質問者さまの疑問解消の一助になれば幸いです.

こんばんは.

>『ルマリン固定後のグラム陽性菌の染色』
>菌を使用した実験を始めるように言われました。染色に関して教えてください。
>Vivoでの研究なので、Agarでの培養以外に組織のホルマリン固定をしています
>(生標本ではありません)。
>この組織標本を使用して、細菌が存在しているのか、
>あるいは白血球に貪食されているのか、を見ようと思います。
>それを見るのに、どのような染色が良いのでしょうか?
>通常のHE染色で良いのか?
>ホルマリン固定後でもグラム染色で良いのか?...続きを読む

Q便の付着下着の塩素消毒の濃度は?

お世話になります。

便が付着した下着の消毒をする際に、完全に消毒出来る濃度は、1%で十分といえるでしょうか?

また不十分であれば何%あれば良いでしょうか?

宜しくお願いします。

Aベストアンサー

濃度はわかりませんが、ノロウィルスの場合、汚れた衣類の洗濯には、使い捨て手袋を使用し、付着した吐物や便を取り除き、家庭用塩素系漂白剤に30分以上浸けるか、85℃で1分以上の熱湯消毒をしてから、他の衣類とは別に洗濯し、よく天日干しする良いようです。(漂白剤の濃度は通常の漂白と同様で・・・と言う事だと思いますが、心配なら熱湯消毒若しくは、漂白剤の使用を通常より多めにされては?と思いますが・・・)

以下、ご参照ください
http://www.h-osaki.jp/honin/bumonshisetsu/kansenkanrishitu/innaikansen.html/norovirus.html

Qホルマリン固定した培養細胞の可溶化

培養細胞をホルマリン固定して観察した後に可溶化したいのですが、いい方法はないでしょうか。可溶化の目的は、総タンパク質量を吸光度にて測定(Lowry法やBCA法)することです。

Aベストアンサー

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Q潮風や海水が付着したら眼鏡や車はちゃんとした水

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海水水没であれば、相当痛みますが今の車なら潮風程度であれば
まず大丈夫でしょう。

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経験上、汗でもシミになります。
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水かぬるま湯で洗い流しましょう。

Q透明標本を作成する際の固定方法について

アリザリン染色透明標本をつくろうと思います。
Webで情報を集めたのですが、固定の際に10%ホルマリンを使うとしているサイトが多い一方で、70%アルコールを使うという情報もあり、固定せずそのまま作業に入って良いという話もあります。
ホルマリンはできれば使いたくないと思っているのですが、透明標本を作製する際において、ホルマリンはどのような役割を果たしているのでしょうか?

Aベストアンサー

一般的にはホルマリンで固定するのがよいと思います。どうしてもホルマリンが使えない状況なら、アルコールで固定してください。固定液としてはホルマリンの方が優れています。

透明骨格標本は、骨格を支えている周りの筋肉や関節の組織がある程度しっかりしていないとくずれて形が保てなくなってしまいます。軟組織は腐敗・分解しやすいですし、透明化するアルカリ液も筋肉等を軟らかくします。ある程度の大きさの標本は染色・透明化には何日もかかりますので、きちんと固定したものを染色・透明化した方が安心です。

Q眼鏡レンズについて

本日、眼鏡を買いに(検討することにしたので、まだ買ってません)行きました。
中強度の近視という事で、プラスチック製の屈折率1.74にしようと思っているのですが、1.74だと黄ばんで来ると言われましたので、1.7にした方が良いと言われました。
質問ですが、
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ちなみに、レンズの端っこで厚みは、1.74で5mm強になると言われました。

ご存知の方、宜しくお願い致します。

Aベストアンサー

初めて、眼鏡を買うのでしたらまず眼科で視力測定してレンズの処方箋を貰った方が良いですよ。

レンズに黄ばみがでるというのは、経年による品質の劣化等の変質しやすいレンズという事だと思います。
透明なプラスチック製品(日用品など)でも数年使っていると新品時の透明感ではなく黄ばんだ感じになりますよね!?


1.74や1.7は専門家ではないので回答できませんが、自分の体験から考えると・・・

値段の高いレンズは、
重量が軽い、割れにくい(ガラスレンズの場合)、薄い(レンズの厚みが)、視界が歪まない、変質しにくい。

値段の安いレンズは、
重量が重い、割れやすい(ガラスレンズの場合)、厚い(レンズの厚みが)、変質しやすい。

値段の高いものほど高品質で使いやすいと思います。
私は、常時着用しているので最近は一番グレードの高いレンズを購入しています。軽くて、薄い、視界に歪みが無いという理由からです。

長く愛用するつもりなら良いレンズを選んだ方が良いと思います。

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Aベストアンサー

この記載をしなければならないのはどういった場合ですか?

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これが実務における試薬の管理等の書類作成で、薬局方に従った記載と指定されている場合には、「4%リン酸緩衝ホルムアルデヒド液」です。
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Q眼鏡のレンズのキズ

プラスチックの眼鏡レンズに傷が入り、透明度の落ちたものの修復の手段はないものでしょうか。

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はじめまして

ないですね、下手に触るとコ-ティングがはがれて見るも無残になります

これからはぶつけないようにするのはもちろん
レンズ面を下にしておかない
乾いているときにこすらない(必ず流水で汚れを流してから拭く)
などの事を守ってください


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