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大学で生物学を専攻している者ですが、ラットの卵巣摘出と、shamのオペの方法と、卵巣摘出してから女性ホルモン(エストロゲン)が無くなるまでの期間が分かれば教えて下さい。できれば、参考文献など分かれば併せて教えて頂けるとありがたいです。

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A 回答 (1件)

手術は手技的なことなので、文献を調べるよりはラットを使用している研究室でやり方を教わった方がいいです。


一応自分の経験を書くと、昔はペントバルビタールで麻酔してましたが、エーテル麻酔でもいいと思います。あるいは今もっといい麻酔薬があるかもしれません。毛は剃るか、面倒なら抜いてしまいます。
手術法は腹側を開ける方法と、背側から開ける方法があります。腹側の方が確実ですが、背側の方が動物の負担は少なく簡便なので、最初は腹側、慣れたら背側(慣れると卵巣がどこにあるかわかってくるので、うつぶせにしてそのあたりを両側1-2cmくらい切開します)子宮と血管を、なれないうちはそれぞれ、慣れたら一度に糸で結さつし、卵巣を切り取って傷口を縫合します。

女性ホルモンですが、どのような女性ホルモンの影響を想定しているかにもよりますが、特に文献がなくてもわかります。女性ホルモンが分泌されるのは発情期ですが、ラットの発情期が続くのはせいぜい1日、つまり最大でもそれくらいの時間でエストロジェンは抜けるということです。
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Q検量線

検量線とはどういったものなのか?
検量線を引くとはどういったことをすればいいのかおしえてください。

Aベストアンサー

masazo27さんの2番煎じとなりますが、改めて説明を試みたいと思います。
検量線を引くとは、測定器の固有差を見極め、その固有差を見極めた上で、未知試料について正確な測定を行うことを目的にしています。
例えば、ある水溶液中の砂糖の濃度を知ることが目的であるとします。砂糖の濃度を知ることが目的の検量線とは、砂糖0.1g、0.2g、0.3gをそれぞれ1Lの水に溶かし(あらかじめ濃度が既知の試料を作成し)、それを測定器にかけ、測定器の指示値を記録します。それを、横軸を濃度、縦軸を指示値にとったグラフ用紙に記入し、直線なり曲線で結びます(直線か、曲線かは理論的なものに依存します)。こうしてできたラインが検量線です。この検量線により、測定器の実際の指示値から濃度を推定できるようになります。ただし、検量線は濃度0.1~0.3g/Lの間で作成したので、その検量線の有効性もその間と言わざるを得ません。検量線から推定して1.5g/Lとでた場合には、その値の信憑性は低いと言わざるを得ないでしょう。その際は、O,1.0,2.0g/Lの既知試料等で検量線を引き直す必要があると思います。

masazo27さんの2番煎じとなりますが、改めて説明を試みたいと思います。
検量線を引くとは、測定器の固有差を見極め、その固有差を見極めた上で、未知試料について正確な測定を行うことを目的にしています。
例えば、ある水溶液中の砂糖の濃度を知ることが目的であるとします。砂糖の濃度を知ることが目的の検量線とは、砂糖0.1g、0.2g、0.3gをそれぞれ1Lの水に溶かし(あらかじめ濃度が既知の試料を作成し)、それを測定器にかけ、測定器の指示値を記録します。それを、横軸を濃度、縦軸を指示値にとったグラ...続きを読む

Qラットと人間の臓器の違いについて

先日、ラットを解剖したのですが、人間の臓器とラットの臓器の違いについての考察をしなければならないのですが思うように参考本やサイトが見つからなくて困っています。参考本やサイトなどがあったら教えてください。

Aベストアンサー

ヒトとラットの臓器の違い…、私も考察を迫られた時期がありました。
解剖時に何か測定はしましたか?もししていれば、そのデータはかなり有効です。是非、役立ててください。しかし、何もデータをとっておらず、単に解剖しただけなら、臓器の形態をヒトと比較して考察しろ、ということでしょうか?だとしたら、#3の方の仰るとおりに子宮や盲腸が形態的に違います。
ラットの食餌から推察すれば#3の方の仰るとおりに消化器系の違いも指摘できます。

私もアドバイスになるかどうかはわかりませんが、一つ記憶に残っている例を挙げてみます。ラットの肝臓ではP450?(すみません、はっきり覚えていません。)の働きがヒトより強いので、薬剤投与を視野に入れたヒトの疾患モデルとしての、毒性実験の時にラットを使うのはどうだろうか?という疑問が、ラットゲノムが解読された時に少し話題になりました。つまり薬物の代謝に違いがあるのに、ラットでの新薬の結果をヒトに適用してよいのか、ということです。

このような簡単なことでよろしければ、「ラット 臓器」で検索をかけてひたすら探せば、できないことはないです。
また、ご存じかと思いますが、PubMedなどの文献検索を使用する際は、ご自分の中である程度検索条件を絞り切れていないと、時間が無駄になります。

一つの臓器に質問を絞るなり、自分の考えを少し付け加えたりなどして質問の幅を狭めてもう一度、質問してみてはいかがでしょうか?

以上、長々と回答してしまい申し訳ないです。

ヒトとラットの臓器の違い…、私も考察を迫られた時期がありました。
解剖時に何か測定はしましたか?もししていれば、そのデータはかなり有効です。是非、役立ててください。しかし、何もデータをとっておらず、単に解剖しただけなら、臓器の形態をヒトと比較して考察しろ、ということでしょうか?だとしたら、#3の方の仰るとおりに子宮や盲腸が形態的に違います。
ラットの食餌から推察すれば#3の方の仰るとおりに消化器系の違いも指摘できます。

私もアドバイスになるかどうかはわかりませんが、一つ記...続きを読む

Qエクセル STDEVとSTDEVPの違い

エクセルの統計関数で標準偏差を求める時、STDEVとSTDEVPがあります。両者の違いが良くわかりません。
宜しかったら、恐縮ですが、以下の具体例で、『噛み砕いて』教えて下さい。
(例)
セルA1~A13に1~13の数字を入力、平均値=7、STDEVでは3.89444、STDEVPでは3.741657となります。
また、平均値7と各数字の差を取り、それを2乗し、総和を取る(182)、これをデータの個数13で割る(14)、この平方根を取ると3.741657となります。
では、STDEVとSTDEVPの違いは何なのでしょうか?統計のことは疎く、お手数ですが、サルにもわかるようご教授頂きたく、お願い致します。

Aベストアンサー

データが母集団そのものからとったか、標本データかで違います。また母集団そのものだったとしても(例えばクラス全員というような)、その背景にさらならる母集団(例えば学年全体)を想定して比較するような時もありますので、その場合は標本となります。
で標本データの時はSTDEVを使って、母集団の時はSTDEVPをつかうことになります。
公式の違いは分母がn-1(STDEV)かn(STDEVP)かの違いしかありません。まぁ感覚的に理解するなら、分母がn-1になるということはそれだけ結果が大きくなるわけで、つまりそれだけのりしろを多くもって推測に当たるというようなことになります。
AとBの違いがあるかないかという推測をする時、通常は標本同士の検証になるわけですので、偏差を余裕をもってわざとちょっと大きめに見るということで、それだけ確証の度合いを上げるというわけです。

Q吸光度の単位

吸光度の単位は何でしょうか!?
一般的には単位はつけていないように思われるのですが。。
宜しくお願いします。

Aベストアンサー

物理的には、No.1さんも書かれているように吸光度も透過度も基本的に同じ単位系の物理量どうしの「比」なので「無単位」です。しかし、無名数では他の物理量、特に透過度と区別が付かないので、透過度は"透過率"として「%」を付けて表し、"吸光度"は「Abs(アブス)」を付けて呼ぶのが業界(分析機器工業会?)のならわしです。

Qマウスの膣栓の見方

実験でマウスを妊娠させることを行っていて、マウスの膣栓を毎朝朝7時30分ごろ確認し、確認すると個別飼育を行っていますが、ちっとも妊娠が成立いたしません。膣栓があれば7割は妊娠するときいていましたが。マウスはBalb/c、雄雌とも10週齢~12週齢のものを扱っています。質問としては(1)時間帯がもっと早いほうがいいのか?膣栓は数時間で落ちてしまうと聞いております。(ちなみに部屋は7-19時で自動照明です)(2)膣栓をみる際、不慣れなせいもありマウスをもつと暴れてしまいますがそうしたことが妊娠成立しないことと関係あるのか?だとすればハンドリングを事前にするべきか?(3)個別飼育するケージになにか工夫が必要なのか?以上3つです。よろしくお願い申し上げます。

Aベストアンサー

こんにちは。
(1)について:私の飼育しているマウスはストレインが違うので、参考程度ですが、checkする時間は早いほうがいいと思います。が、昼の11:00でもまだ膣栓があったり、ないと思っても膣が開いていて、ケージの中を探すと、膣栓が落ちていたこともありました。基本的に私は(8:00に照明がついて)、9:30頃にcheckしています。
(3)について:私は特に何もしていません。
ところで、雄雌をmateしている期間は4日くらいですか?その場合、雄は1週間以上1匹で飼育したものを用いていますか?そうしておいた雄の方が妊娠させやすいと聞いたことがあります。私は2週間1匹飼いした雄と妊娠させたい雌をmateするようにしています。

Q動物実験に使うマウスの雄・雌の違い

一般に動物実験に用いるマウスは、雄だと聞きました。個体差が雌よりも小さいからだと聞き、そうなんだ~って思っていました。しかし、ある文献を読んでいると、雌を使う実験もあることを知りました。そこでは、尿毒症における動脈硬化を調べるために、8週齢の雌のアポEノックアウトマウスを使っていました。参考書や資料を調べても、このマウスを使う理由が分かりませんでした。単に、雌マウスでは動脈硬化を引き起こしやすいのでしょうか?実験に使うマウスの雄・雌の差、また動脈硬化において雌マウスを使う理由を教えてください。

Aベストアンサー

>一般に動物実験に用いるマウスは、雄だと聞きました。

必ずしもそうとは限りません。メスのマウスも、よく実験に使用されます。「個体差が雌よりも小さいから」とのことですが、本当にそれほど顕著な差があるのか疑問に感じます。

性機能に関連した実験では、もちろん選択の余地はありませんが、そうでない場合、単に実験者の好みで決められるケースも多いのです。

ただ注意しなければならないのは、マウスのメスは5週齢以降性成熟して、性周期の影響が現れることです。通常性周期は個体ごとにバラバラで同調していませんから、性ホルモンの影響を受けるようなパラメーターを用いる実験には注意が必要です。

一方オスは気性が荒いので、集団飼いをすると、しばしばケンカをして傷つきます。そのため、オスを使う場合には一匹飼いをすることが多いです。

アポE欠損マウスに関しては、オスでも動脈硬化を発症しますし、オスを用いた論文も見かけます。もし読まれた文献がメスに限定したものであったのなら、尿毒症モデルを作るのにメスが使われていたためではないかと推測します。

Qラット尾静脈採血

動物実験を何年かやっているものです。
動物の一般的手技には慣れているはずでしたが、はじめてラットでの尾静脈採血を行おうと思ったところ、なんとうまくいきませんでした。
剃刀で静脈を切ったところまではいいのですが、血がほとんど出ないときがあります(必要量は50マイクロL程)。一度出なくなると、それからどんなに深く切っても出てきません。
切る場所が悪いのでしょうか?
後で、思い返してみると、尾先から10センチメートルくらい(ラットは8週齢)だったので、もう少し先に近いところを切った方が良かったのかなあと思い返してます。
どのたか慣れている方、細かい手技やコツを教えて下さい。

Aベストアンサー

こんにちは。
以前、ラットを用いた実験に従事していたものです。

質問者様のおっしゃるとおり、尾先の方が採血には適しているかと
思います。
私の場合は、5~6時点分位の採血が必要だったこともありますが、
尾先から、5ミリ程度のところを切り、順次尾根の方へ切り進みます。
それだけ切っても2センチ程度で済みます。
採血量も1時点分、最低300マイクロ程度です。

ラットの尾静脈は尾先から尾根に行くにつれ、楕円形になっておりますので、
尾根に近づくにつれ、採血が難しくなると思います。
尾静脈内投与でも尾先から、10センチ程度のところがベストですし。

アドバイスになるかどうかは分かりませんが、
一度試してみて頂ければ幸いと思います^^

Q会社名の後につくInc.とは?

こんにちは。
会社名の後につく、Inc.とは、どういう意味でしょう?会社の法的な位置付けをあらわしていると思うのですが、実際の所どうなんでしょう?1.日本語でどういう意味か、2.英語の原型はどういうかたちか。教えて下さい。


ちなみに、co.,ltd.はcompany limited か、または、cooperation limitedで、株式会社(有限責任)の意味ですよね??


回答よろしくお願いします。

Aベストアンサー

inc.は
incorporated の略で
「一体化した,法人組織の」の意味だそうです。
「有限責任の」の意味もあります。

映画「モンスターズ・インク」のインクもこれですね。

Qホルマリン

『ホルマリン』は『中性ホルマリン』とは別物ですか?
中性ホルマリンが必要なのですが、今手元にあるものに『ホルマリン』と表示されています。

Aベストアンサー

1点だけご確認ください.
10%ホルマリン溶液はリン酸bufferで調製しますが,そのリン酸bufferを蒸留水で調製したものと,生食で調製したもの(PBS)と使い分ける場合があります.

指定がありますか?
なければ蒸留水の方でよろしいかと思います.

ウチの会社のレシピは以下のようになっています(10L調製).
1)リン酸二水素カリウム(KH2PO4)…25g
2)リン酸水素二ナトリウム12水和物(Na2HPO4・12H2O)…170g
3)ホルマリン原液…1000mL

1),2)を蒸留水(水道水でも可)にきちんと溶解させて5~7L(だいたいでOKです)とする.
その後,3)を加える.
最後に蒸留水(水道水でも可)を加えて全量を10Lとする.

余談ですが,ウチでは他の固定液との混合をさけるために,1%エオジン水溶液を数滴たらしてわずかに赤くしています.固定の浸透力に対するエオジンの影響はほとんどありません.

1),2)が上記と水和物の数などが異なる場合,水以外のmol数が大体同じであればOKですから,計算して求めてみてください.

1点だけご確認ください.
10%ホルマリン溶液はリン酸bufferで調製しますが,そのリン酸bufferを蒸留水で調製したものと,生食で調製したもの(PBS)と使い分ける場合があります.

指定がありますか?
なければ蒸留水の方でよろしいかと思います.

ウチの会社のレシピは以下のようになっています(10L調製).
1)リン酸二水素カリウム(KH2PO4)…25g
2)リン酸水素二ナトリウム12水和物(Na2HPO4・12H2O)…170g
3)ホルマリン原液…1000mL

1),2)を蒸留水(水道水でも可)にきちんと溶解させて5~7L...続きを読む

Qパラフィン切片について

こんにちは、いつもお世話になってます(^_^)

皮下組織を含む皮膚組織を包埋した
パラフィンブロックを薄切して
3μm厚のパラフィン切片を作製しています。

薄切するところまではいいのですが…、
悩みは次の二つです。
(1)伸展版にスライドグラスを置いて
 30分くらい経って切片を見てみると
 組織のなかに(スライドグラスと切片の間に)
 泡ぶくというか水泡のような盛りあがり
 ができている。

(2)脂肪組織を多く含む大きめの切片は
 伸展版にのせておくと花開くように
 分解して組織がくずれてしまう。

原形を保ったままきちんとスライドグラスに
貼り付けたいです…。
改善できるよい方法をお知りの方、ご教授願います。
ちなみに、
使っているスライドグラスはアルブミンスライドです。
伸展版にのせたあとは十分に水分をろ紙で除いています。
伸展版の温度は45~48度の設定です。
油分が残らないように手はしっかり洗ってから行っています。

Aベストアンサー

一番考えられる要因は、伸展台の温度が高いことです。温度設定は教科書通りでも、実際の温度が表示温度よりも高い場合があります。
脂肪組織が解離しやすいのもこれが特に大きな要因になります。
乾くのに時間が掛かっても仕方がないと思い、伸展台の温度をもう5℃ほど低めに設定されてみてはいかがでしょうか?

またもう一つ考えられる要因は、切片とスライドグラスの間に水分が残っていることです。切片をスライドグラスに載せた後は、スライドグラスを傾け、しっかりと濾紙に水分を吸い取らせる必要があります。
私の場合は、伸展台にキムタオル(薄い1枚にした物)を伸展台の上に敷き、切片をスライドグラスに載せた後、スライドグラスを傾けて、なかなか切片の下の水分が切れない場合は、切片の角を少し破って、そこに濾紙を当てて吸い出してました。こうすると、水泡のような物が出にくくなります。

さらに、薄切して切片をスライドグラスに取る前に、水ではなくお湯を使われていますか?この場合、お湯が高いと、当然脂肪組織は解離しやすくなりますので、温度には注意する必要があります。人肌より少し温かい位が適温です。水よりもお湯の方が伸びが良いので、お湯を使うこと自体は悪くないと思います。
さらに、私は脳組織を主に薄切していたのですが、その際には、1%酢酸水を温めたものに切片を浮かせて伸ばし、スライドグラスにすくってました。こうすると、きれいにしわもなく伸び、他の組織切片を作製する際も、多少臭いですが、きれいに仕上がるのでこの方法で行ってました。

一度お試しあれ…。

一番考えられる要因は、伸展台の温度が高いことです。温度設定は教科書通りでも、実際の温度が表示温度よりも高い場合があります。
脂肪組織が解離しやすいのもこれが特に大きな要因になります。
乾くのに時間が掛かっても仕方がないと思い、伸展台の温度をもう5℃ほど低めに設定されてみてはいかがでしょうか?

またもう一つ考えられる要因は、切片とスライドグラスの間に水分が残っていることです。切片をスライドグラスに載せた後は、スライドグラスを傾け、しっかりと濾紙に水分を吸い取らせる必要があり...続きを読む